Revista de Ciencias Biológicas y de la Salud http://biotecnia.unison.mx
Universidad de Sonora
ISSN: 1665-1456
Biostimulant effect of Macrocystis pyrifera on Metarhizium anisopliae spores and its pathogenicity against
1 Departamento de Biotecnología Agrícola, Centro Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional Unidad Sinaloa. Instituto Politécnico Nacional. Guasave, Sinaloa, México.
Chloridea virescens
The biostimulant effect of Macrocystis pyrifera on Metarhizium anisopliae spores was evaluated in its growth, sporulation, viability, and pathogenicity against Chloridea virescens. Nine concentrations were prepared at 1×107,8,9 spores/mL, with 5
%, 10 % and 20 % algae in SDA, plus three positive check, and incubated at 150 r.p.m, 28 oC, 80 % relative humidity and 8 h of light. Pathogenicity was tested on larvae two days after hatching. M. pyrifera had biostimulant effect on M. anisopliae, improving growth with 5 % and 10 %, to 4.91 µm/d, and with 20 % to 4.84 µm/d. Viability was around 99 % in germinated spores at 24 h for all treatments, the total sporulation was 6 × 106 to 6.7 × 108, and with only fungus from 3 ×106 to 3.4 × 107 spores/mL. The highest mortality was 91.5 ± 2.5 % at 43.3 ±
1.3 h, and with only fungus, 80 ± 3 % at 70 ± 5 h. This work is a contribution to pest control with entomopathogenic fungi improved with extracts of marine origin. It is recommended to evaluate these treatments in conventional crop. Keywords: Biotechnology, microorganisms, sustainable development
Se evaluó el efecto bioestimulante de Macrocystis pyrifera en esporas de Metarhizium anisopliae, en su crecimiento, esporulación, viabilidad y patogenicidad contra Chloridea virescens. Se prepararon nueve concentraciones a 1×107,8,9 esporas/mL con 5 %, 10 % y 20 % de alga en SDA, más tres controles positivos, y se incubaron a 150 r.p.m, 28 oC, 80 % de humedad relativa y 8 h luz, la patogenicidad se probó sobre larvas de dos días de eclosión. M. pyrifera tuvo efecto bioestimulante en M. anisopliae, y mejoró con 5 % y 10 %, con crecimiento de 4.91 µm/d, y con 20 % 4.84 µm/d, la viabilidad fue alrededor de 99 % esporas germinadas a las 24 h en todos los tratamientos, la esporulación total fue 6 × 106 a 6.7 × 108, y con solo hongo de 3 ×106 a 3.4 × 107 esporas/mL, la mor- talidad más alta fue 91.5 ± 2.5 % a las 43.3 ± 1.3 h, y con solo hongo fue 80 ± 3 % a las 70 ± 5 h. Este trabajo es un aporte al control de plagas con hongos entomopatógenos mejorados con extractos de origen marino, se recomienda evaluar estos tratamientos en cultivo convencional.
Recibido: 4 de Mayo de 2024
Aceptado: 13 de Junio de 2024
Publicado: 31 de Julio de 2024
Los hongos entomopatógenos atacan insectos y ácaros, entre los géneros más estudiados se encuentran Beauveria spp., Metarhizium spp., Isaria spp. (=Paecilomyces), y Lecani- cillium spp. (=Verticillium), los cuales producen conidios o esporas, responsables de causar la infección y dispersión de los hongos en el ambiente (Alatorre y Tamayo, 2020). Metar- hizium anisopliae (Metchnikoff) Sorokin (1883) es un hongo, generalista, filamentoso, saprofito y parásito, que crece en el suelo, en la rizosfera de las plantas y cadáveres de artró- podos, desarrolla hifas que dan origen al micelio y conidios patógenos que causan la enfermedad “muscardina verde” en insectos, su uso como agente de control biológico de plagas, no compromete la sanidad de los cultivos agrícolas y el am- biente (Inglis et al., 2012; Zelaya-Molina et al., 2022).
En México, el control biológico con hongos entomopató- genos y otros microorganismos es limitado, debido su efecto bioinsecticida prolongado, comparado con el raápido efecto de los insecticidas convencionales, lo anterior, ha influido en el incremento de un mayor uso de productos químicos, impactando en las poblaciones de insectos benéficos, y la microbiota del suelo (Archuleta-Torres, 2012; Zelaya-Molina et al., 2022). Este escenario ha propiciado la búsqueda de cepas nativas de microorganismos entomopatógenos con actividad insecticida, coadyuvada con polímeros naturales y otros microorganismos con efecto sinérgico, para aumentar su persistencia en el ambiente.
Una alternativa para lograrlo, es el uso de bioestimulan- tes que potencialicen su crecimiento y patogenicidad sobre los insectos, como Macrocystis pyrifera (Linnaeus) C. Agardh, 1820 (Laminariales: Phaeophyceae), conocida como quelpo o alga cafe, rica en carbohidratos, minerales (Mg+2, Ca+2, P+5, k+1), vitaminas (tocoferol, B1 y B12), con capacidad para estimular el crecimiento vegetal de las plantas a través de mecanismos como fijación biológica de nitrógeno y la solu- bilización de minerales (Hernández-Carmona et al., 2012). En México M. pyrifera crece de manera silvestre en la costa oeste de la península de Baja California, desde Tijuana, B.C.N., hasta Bahía Asunción, B.C.S., y se cosecha de forma manual para producir extractos líquidos por métodos hidrotermales en condiciones alcalinas, neutras y ácidas (Hernández-Herrera et al., 2018), su colecta genera alrededor de 31,835 millones de t/año, de esta producción, el 7 % se obtiene en México y Chile (FAO, 2018).
Volumen XXVI
DOI: 10.18633/biotecnia.v26.2321
Por lo anterior el objetivo de este trabajo fue investigar el efecto bioestimulante de un extracto líquido de M. pyrifera en esporas del hongo entomopatógeno M. anisopliae a dife- rentes concentraciones, sobre larvas de dos días de eclosión del gusano del fruto en tomate Chloridea virescens F. = He- liothis virescens (Fabricius) (Insecta: Lepidoptera: Noctuidae), con base en su crecimiento, germinación, concentración, y patogenicidad, en condiciones controladas.
El trabajo se llevó a cabo en el Laboratorio de Bioinsecticidas del Centro Interdisciplinario de Investigación para el Desarro- llo Integral Regional en Guasave, Sinaloa, México, de marzo a junio de 2023.
M. anisopliae se aisló de muestras de suelo agrícola en el laboratorio de bioinsecticidas del CIIDIR IPN Sinaloa, y se identificó por la morfología de sus conidios y por métodos moleculares mediante la extracción de ADN genómico de micelio, amplificando las regiones ITS1, 5.8S, ITS2 de ARNr, utilizando los cebadores ITS1F-ITS4 (Archuleta-Torres, 2012).
M. pyrifera se colectó en las costas de Baja California Sur, el extracto líquido se obtuvo en el Laboratorio de Química de Algas del CICIMAR IPN, en La Paz, B.C.S. México, mediante extracción alcalina (Hernández–Carmona et al., 2012).
Las esporas en polvo de M. anisopliae, se propagaron en arroz precosido, inoculado con un cultivo líquido del hongo, donde se adicionaron sales minerales y carbono. Se incubó a 28 oC, humedad relativa de 80 %, 8 horas luz, durante 14 d, las esporas cosechadas se almacenaron a 4 oC (Manzanarez- Jiménez y García-Gutiérrez, 2020). Las concentraciones iniciales se prepararon a partir de tubos cónicos con tapa de rosca de 15 mL, donde se vertió 0.01 gramos de esporas en 10 mL de Tween® 80 al 0.05 %, enseguida se mezclaron en un vortex y se realizaron diluciones de 10-1 a 10-5 en microtubos de 1000 µL, para obtener las concentraciones a 1×107, 1 × 108
y 1 × 109 esporas/mL.
En matraces de 50 mL, se prepararon 20 mL de caldo dex- trosa sabouraud (SDA) y se agregaron las concentraciones correspondientes de M. anisopliae (1×107,8.9 esporas/mL), y el extracto líquido de alga M. pyrifera (5 % 10 % y 20 %), más tres controles positivos con solo hongo, y se cultivaron en una incubadora de agitación (LAB Companion, SR-600R) a 150 r.p.m., 28 oC, humedad relativa de 80 %, y 10 h luz, durante cinco días.
El crecimiento del hongo se evaluó a partir de las primeras 24 h de cultivo; en un portaobjetos se colocaron 10 µL del cultivo líquido con 1 µL de azul de algodón para identificar las estructuras del hongo y se cubrieron con un cubreobje- tos, después con el objetivo 40 X de un microscopio óptico (Primo Star Carl Zeiss®), se midió la longitud de las hifas en micras. La viabilidad de esporas se midió en medio PDA, en cada caja de cultivo del tratamiento correspondiente se agre- garon 50 µL de azul de algodón cargados en una micropipeta (Labmate Pro®), después se extrajo 1 cm2 del cultivo del hon- go, y se colocó al centro en un portaobjetos, enseguida se cubrió con un cubreobjetos, y se contó el número de esporas germinadas, notando que su tamaño fuera dos veces mayor al tamaño de su tubo germinal. La concentración total de esporas de los tratamientos, se evaluó mediante diluciones de 10-1 a 10-5, que se contaron en cámara de Neubauer (Inglis et al. 2012). Todos los tratamientos contaron con cinco uni- dades experimentales y tres repeticiones. Las variables eva- luadas fueron crecimiento del hongo (longitud en micras), germinación de esporas a las 24 h, y concentración total de esporas a los cinco días.
Las larvas de dos días de eclosión se individualizaron en cámaras húmedas hechas con cajas petri (60 × 15 mm), con una base de papel filtro humedecido con 0.5 mL de agua destilada, donde se colocó 1 g de dieta artificial,inoculada con 10 µL del tratamiento correspondiente y se sellaron con cinta Parafilm. Las cajas se incubaron a 27 ± 1 oC, humedad relativa > 80 % y 8 h luz. La mortalidad se evaluó cada 24 h, durante cinco días (Tabla 1).
El experimento se realizó en un diseño completamente al azar. Los datos de crecimiento, esporulación, viabilidad y mortalidad de larvas se presentan en promedios ± desvia- ción estándar. Las variables se analizaron con el estadístico ANOVA, y las diferencias entre los tratamientos se establecie- ron con una comparación de medias con la prueba de Tukey
Tabla 1. Tratamientos y su concentración en el bioensayo de patogenicidad de Metarhizium anisopliae sobre larvas de Chloridea virescens. El bioensayo contó con 30 unidades experimentales por tratamiento y se replicó tres ve- ces, bajo las mismas condiciones experimentales
Table 1. Treatments and their concentration in the pathogenicity bioassay of Metarhizium anisopliae against Chloridea virescens larvae. The bioassay had 30 experimental units per treatment and was replicated three times, under the same experimental conditions.
Tratamientos Concentraciones T1 1 × 107,8,9 esporas/mL de M. anisopliae + 5 % M. pyrifera T2 1 × 107,8,9 esporas/mL de M. anisopliae + 10 % M. pyrifera T3 1 × 107,8,9 esporas/mL de M. anisopliae + 20 % M. pyrifera
T4
1 × 107,8,9 esporas/mL de M. anisopliae en 10 mL de Tween 80 al 0.05%
T5 Agua destilada
(p ≤ 0.05) (SAS Institute 2009). El tiempo letal medio en que los tratamientos mataron a la mitad de la población de larvas se determinó mediante un análisis Probit (Finney, 1964).
El extracto de M. pyrifera tuvo efecto bioestimulante en el crecimiento, viabilidad, esporulación y patogenicidad del hongo, en el medio de cultivo líquido.
Los hongos que fueron tratados con 5 %, 10 % y 20 % de extracto líquido de M. pyrifera como estrategia para mejorar su crecimiento y concentración mostraron datos de creci- miento significativamente mayores con respeto al control positivo (F = 30958.03 = 2.80; gl = 3,32; p = 0.00), (F33833.03 = 2.90; gl
= 4,41; p = 0.00), respectivamente (Tabla 2).
En los tratamientos del hongo con 5 % y 10 % de ex- tracto líquido de M. pyirifera, las hifas crecieron en promedio
4.91 µm/día y con 20 % 4.84 µm/d, en los tratamientos con solo hongo estos valores fueron de 2.00 a 2.11 µm/d. Estos resultados concuerdan con Manzanarez-Jiménez et al. (2021)
quienes encontraron crecimiento fúngico de Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin y M. anisopiliae en un cultivo sólido a base de almidón y dextrosa con 2 % de extracto semi-líquido de M. pyrifera. Por su parte, Hernández-Herrera et al. (2014) informaron de la germinación de semillas y crecimiento de plantas de tomate (Solanum lycopersicum L.), y frijol mungo (Vigna radiata L.) R. Wilezek, con extractos de algas de la familia Laminariaceae (algas cafes). Los resultados de los trabajos anteriores refuerzan la idea de sinergia entre microorganismos compatibles, para incrementar el creci- miento y la persistencia de éstos en cultivos agrícolas, y el control biológico de plagas de insectos. En este trabajo, las concentraciones < o = 20 % de extracto líquido de M. pyrifera benefició el crecimiento, germinación y concentración del hongo M. anisopliae en un cultivo líquido, y mejoró con 5 % y 10 %, estos resultados son prometedores para promover el uso de bioestimulantes y superar las limitaciones por efecto de la luz solar y la falta de humedad relativa en los hongos entomopatógenos, como lo informaron Manzanarez-Jimé- nez et al. (2021), quienes evaluaron la persistencia de una formulación de esporas de B. bassiana y M. anisopliae con
Tabla 2. Efecto de esporas de Metarhizium anisopliae con extracto Macrocystis pyrifera, en el crecimiento de hifas, y esporulación total del hongo.
Table 2. Effect of Metarhizium anisopliae spores with extract of Macrocystis pyrifera on hyphal growth, and total sporulation of the fungus.
Concentración inicial
Crecimiento del hongo µm/día
Esporulación total esporas/mL
T1: 5% | ||||||
1×107 | R1 | R2 | R3 | R1 | R2 | R3 |
Tratamiento | 4.91 ± 0.0 a | 4.92 ± 0.0 a | 4.91 ± 0.0 a | 6.3 × 107 a | 6.4 × 108 a | 6.4 × 108 a |
Control | 2.02 ± 0.0 b | 2.02 ± 0.0 b | 2.02 ± 0.0 b | 3.1 × 108 b | 3.2 × 107 b | 3.2 × 106 b |
T2: 10% | ||||||
Tratamiento | 4.91 ± 0.0 a | 4.91 ± 0.0 a | 4.92 ± 0.00a | 6 × 106 a | 6 × 107 a | 6.2 × 107 a |
Control | 2.01 ± 0.0 b | 2.01 ± 0.0 b | 2.01 ± 0.0 b | 3 × 106 b | 3 × 106 b | 3.3 × 105 b |
T3: 20% | ||||||
Tratamiento | 4.85 ± 0.1 b | 4.84 ± 0.1 b | 4.84 ± 0.1 b | 6.2×108 a | 6.7 × 107 a | 6 × 108 a |
Control | 2.00 ± 0.0 c | 2.00 ± 0.0 c | 2.00 ± 0.0 c | 3.2×108 b | 3 × 107 b | 3 × 106 b |
T1:5 % | ||||||
1×108 | R1 | R2 | R3 | R1 | R2 | R3 |
Tratamiento | 4.92 ± 0.0 a | 4.91 ± 0.0 a | 4.91 ± 0.0 a | 6.7 × 107 a | 6.9 × 108 a | 6.8 × 108 a |
Control | 2.10 ± 0.0 c | 2.02 ± 0.0 c | 2.01 ± 0.0 c | 3.1 × 108 b | 3.3 × 107 b | 3 × 106 b |
T2:10 % | ||||||
Tratamiento | 4.91 ± 0.0 a | 4.92 ± 0.0 a | 4.92 ± 0.00a | 6.2 × 106 a | 6.4 × 107 a | 6.2 × 107 a |
Control | 2.12 ± 0.0 c | 2.11 ± 0.0 c | 2.01 ± 0.0 c | 3.4 × 106 b | 3 × 106 b | 3.3 × 105 b |
T3 | : 20 % | |||||
Tratamiento | 4.72 ± 0.1 b | 4.69 ± 0.1 b | 4.71 ± 0.1 b | 6.5 × 108 a | 6.9 × 108 a | 6.2 × 108 a |
Control | 2.00 ± 0.0 c | 2.00 ± 0.0 c | 2.00 ± 0.0 c | 3.1 × 108 b | 3.4 × 107 b | 3.3 × 106 b |
T1:5 % | ||||||
1×109 | R1 | R2 | R3 | R1 | R2 | R3 |
Tratamiento | 4.90 ± 0.0 a | 4.91 ± 0.0 a | 4.90 ± 0.0 a | 6.8 × 107 a | 6.8 × 108 a | 6.6 × 108 a |
Control | 2.10 ± 0.0 c | 2.02 ± 0.0 c | 2.01 ± 0.0 c | 3.1 × 108 b | 3.3 × 107 b | 3 × 106 b |
T3:10 % | ||||||
Tratamiento | 4.93 ± 0.0 a | 4.91 ± 0.0 a | 4.92 ± 0.00a | 6.6 × 106 a | 6.5 × 107 a | 6.6 × 107 a |
Control | 2.10 ± 0.0 c | 2.11 ± 0.0 c | 2.11 ± 0.0 c | 3.2×106 b | 3.3 × 106 b | 3.3 × 105 b |
T3:20 % | ||||||
Tratamiento | 4.69 ± 0.1 b | 4.67 ± 0.1 b | 4.70 ± 0.1 b | 6.2 × 108 a | 6.2 × 107 a | 6.4 × 108 a |
Control | 2.00 ± 0.0 c | 2.00 ± 0.0 c | 2.00 ± 0.0 c | 3.1 × 108 b | 3.4 × 107 b | 3.3 × 106 b |
aceite mineral y extracto semi-líquido de M. pyrifera sobre plantas de tomate de invernadero en condiciones de baja humedad relativa, encontrando esporas de éstos hongos ad- heridas en hojas de la planta de tomate a los 14 días después de haber sido aplicados. Manzanarez-Jiménez et al. (2022), encontraron alta tolerancia a la temperatura de esporas de
M. anisopliae formuladas con extracto semi-líquido de origen marino y otros polisacáridos en microcápsulas procesadas en un secador de rocío.
Los valores de concentración total de esporas con M. pyrifera, fueron 6 × 106 a 6.7 × 108, y con solo hongo de 3 × 106 a 3.4 × 107 esporas/mL, estos resultados promueven la producción de esporas coadyuvadas con extractos de origen marino, ya que una mayor disponibilidad de inóculo resul- ta competitivo para producir esporas en polvo mediante esquemas biotecnológicos desde el ámbito comercial, sin embargo, desde la perspectiva de disponibilidad de esporas para causar la muerte de los insectos, en esta trabajo se com- proboó que en las concentraciones evaluadas no presen- taron diferencias estadísticas significativas en las variables evaluadas (F31151.05 = 2.89; gl = 3,72; p = 0.08) (Tabla 2).
La germinación del hongo no registró datos significa-
tivos entre el hongo con extracto de M. pyrifera y el hongo solo, todos los tratamientos tuvieron alrededor de 99 % de
La patogenicidad de los tratamientos de hongo con M. pyri- fera presentó diferencia significativas con respecto al control positivo y negativo (F = 30766.01 = 2.60; gl = 3,42; p = 0.00) (Tabla 4, Figura 1).
Los hongos entomopatógenos pueden ser aplicados di- rectamente sobre el cultivo infestado con la plaga, mediante suspensiones mezcladas con un surfactante, para mejorar la dispersión de esporas, sin embargo, es importante mejorar las técnicas de liberación en campo y el uso de coadyuvantes para incrementar su actividad bioinsecticida sobre las pobla- ciones de insectos. Al respecto, el uso de aceites vegetales y
Tabla 4. Mortalidad de larvas de Chloridea virescens y tiempo letal medio (TL50) por efecto de los tratamientos aplicados. Letras diferentes indican di- ferencias estadísticas significativas entre tratamientos (α = 0.05). Los datos muestran los promedios de las réplicas experimentales ± la desviación es- tándar. H+E*= M. anisopliae + extracto de macro-alga. H* = M. anisopliae. TL50* = tiempo transcurrido entre la aplicación de los tratamientos y el mo- mento en que muere el 50% de la población de insectos.
Table 4. Mortality of Chloridea virescens larvae and average lethal time (TL50) due to the effect of the treatments applied. Different letters indicate signifi- cant statistical differences between treatments (α = 0.05). The data show the averages of the experimental replicates ± the standard deviation. H+E* = M. anisopliae + macro-algae extract. H* = M. anisopliae. TL50* = is the time elap- sed between the application of the treatments and the moment in which 50
esporas germinadas a las 24 h ( F
35642.05
= 2.80; gl = 3,81; p =
% of the insect population dies.
0.07), (Tabla 3), estos resultados muestran la capacidad de M. anisopliae para reproducirse a partir del crecimiento de las hifas, y originar nueva esporas, con la posibilidad de iniciar nuevos ciclos de infección sobre los insectos.
Tabla 3. Germinación de esporas de Metarhizium anisopliae en extracto de Macrocystis pyrifera. Letras diferentes indican diferencias estadísticas entre tratamientos (α = 0.05). Los datos muestran los promedios de las réplicas experimentales ± la desviación estándar.
Table 3. Spore germination of Metarhizium anisopliae in Macrocystis pyrifera
extract. Different letters indicate statistical differences between treatments (α = 0.05). Data show means of experimental replicates ± standard deviation.
Repetición Tratamientos Germinación de esporas (%) 24 h
1 × 107 1 × 108 1 × 109
5% | |||
1 Tratamiento | 99.0 ± 1.82a | 99.0 ± 0.11a | 99.4 ± 0.22a |
Control | 99.7± 0.22a | 99.3 ± 1.40a | 99.7 ± 1.67a |
2 Tratamiento | 99.8 ± 0.81a | 99.4 ± 0.89a | 99.8 ± 1.30a |
Control | 99.8 ± 1.30a | 99.4 ± 0.89a | 99.7 ± 1.67a |
3 Tratamiento | 99.7 ± 0.71a | 99.3 ± 1.41a | 99.4 ± 1.14a |
Control | 99.6 ± 1.82a | 99.3 ± 1.87a | 99.8 ± 1.30a |
10% | |||
1 Tratamiento | 99.6 ± 1.82a | 99.0 ± 1.41a | 99.2 ± 1.22a |
Control | 99.3 ± 1.22a | 99.3 ± 1.40a | 99.6 ± 0.67a |
2 Tratamiento | 99.8 ± 1.81a | 99.4 ± 1.30a | 99.5 ± 0.30a |
Control | 99.8 ± 1.43a | 99.4 ± 1.40a | 99.6 ± 1.87a |
3 Tratamiento | 99.9 ± 1.21a | 99.3 ± 1.47a | 99.6 ± 1.24a |
Control | 99.8 ± 1.15a | 99.3 ± 1.20a | 99.6 ± 1.40a |
20% | |||
1 Tratamiento | 99.8 ± 1.40a | 99.5 ± 1.20a | 99.4 ± 1.52a |
Control | 99.9 ± 1.30a | 99.4 ± 1.22a | 99.7 ± 1.82a |
Tratamiento | 99.6 ± 1.16a | 99.3 ± 1.49a | 99.8 ± 1.12a |
2 Control | 99.4 ± 1.31a | 99.4 ± 1.49a | 99.7 ± 1.23a |
3 Tratamiento | 99.4 ± 0.89a | 99.6 ± 1.51a | 99.4 ± 1.20a |
Control | 99.3 ± 1.22a | 99.4 ± 1.47a | 99.8 ± 1.24a |
Tratamientos Mortalidad (%) al día 5 TL * horas
1 × 107,8,9 H + E* 5 % | 91 ± 2 a | 90 ± 3 a | 91 ± 1 a | 42.0 ± 1 |
1 × 107,8,9 H + E* 10 % | 92 ± 3 a | 91 ± 4 a | 93 ± 2 a | 44.0 ± 1 |
1 × 107,8,9 H + E* 20 % | 92 ± 3 a | 92 ± 3 a | 92 ± 3 a | 44.0 ± 2 |
1 × 107,8,9 H (C+) | 80 ± 3 b | 81 ± 3 b | 80 ± 2 b | 70.0 ± 5 |
Agua destilada (C− ) | 00 ± 0 c | 00 ± 0 c | 00 ± 0 c | 00.0 ± 0 |
50
Figura 1. Efecto de los hongos con extracto líquido de alga Macrocystis pyrifera en larvas Chloridea virescens. Imágenes representativas del bio- ensayo de patogenicidad de los tratamientos aplicados, donde se aprecia el crecimiento del hongo sobre el cuerpo de las larvas a) Larva muerta por efecto del hongo y el alga, de seis días postratamiento, b) Crecimiento del hongo de diez dias sobre el cuerpo del insecto, en color blanco, y en algunas partes se observa color verde, c) Cuerpo de una larva de 14 días, con micelio,
d) Cuerpo momificado de larva a los 18 días.
Figure 1. Effect of fungi with Macrocystis pyrifera algae liquid extract on Chloridea virescens larvae. Pictures of pathogenicity bioassay of the ap- plied treatments are shown, where the evolution of fungus growth on the insects body is showing, a) Dead larva by effect of the fungus and the alga at 6-day post-treatment, b) Growth of the 10-day-old fungus on the body of the insect, in white, and in some in green, c) Body of a 14-day-old larva, with mycelium, d) Mummified body 18-day old larva.
minerales, así como polímeros a base de glucosa y proteínas de origen animal, y vegetal, son materiales recomendados para proteger las esporas del hongo de condiciones adversas y mejorar su actividad biológica (Vega-Aquino et al., 2010). En este trabajo la patogenicidad del hongo con el extracto líquido de M. pyrifera sobre larvas de C. virescens fue efectiva, las larvas murieron en un tiempo corto, comparado con el hongo sin alga, estos resultados con acordes a los reportados por Manzanarez-Jiménez et al. (2022), quienes informaron mortalidad superior al 50 % de larvas de mayor edad de C. virescens, por efecto de esporas de M. anisopliae liberadas de una matriz de maltodextrina y otra de gelatina bovina, adheridas a la cutícula de las larvas muertas, lo cual resulta importante para el control biológico con hongos entomopa- tógenos, ya que su disponibilidad en el cuerpo del insecto ayuda a dispersar las esporas e infectar a un mayor número de insectos (Vega-Aquino et al., 2010; Inglis et al., 2012).
El efecto de M. pyrifera en las esporas del hongo M. anisopliae evaluadas en este trabajo, mostró potencial para ser utilizado en beneficio del crecimiento, viabilidad, espo- rulación y patogenicidad del hongo en condiciones contro- ladas, estos resultados son prometedores para aumentar la persistencia del hongo en la rizosfera (García et al., 2011), en las hojas de las plantas y en condiciones ambientales de baja humedad relativa (Manzanarez-Jiménez et al., 2021; Manzanarez-Jiménez et al., 2022), así como para el control de
C. virescens, cuyas poblaciones tienen habilidad para desarro- llar resistencia a algunos productos químicos usados para su control (Terán-Vargas et al., 2005), y capacidad para desarro- llarse rápidamente en el cultivo (Manzanarez-Jiménez et al., 2021).
El extracto líquido de origen marino de alga café M. pyrifera a bajas concentraciones benefició el crecimiento, viabilidad, esporulación y patogenicidad del hongo entomopatógeno
M. anisopliae contra C. virescens. Las concentraciones del hongo evaluadas en este trabajo no afectaron las variables evaluadas. La mortalidad de larvas fue mayor con el hongo con M. pyrifera y el tiempo letal medio fue más corto. Este tra- bajo es un aporte al control biológico de plagas con hongos entomopatógenos tratados con extracto líquidos de origen marino, de amplia disponibilidad en el ambiente y ricos en nutrientes, como una alternativa para aumentar la actividad bioinsecticida de agentes de control biológico de insectos en cultivos agrícolas.
A CONAHCYT por la beca otorgada para estudio de “Estan- cias posdoctorales por México 2022 (3) en la modalidad: Estancia Posdoctoral Académica a la Doctora Lucía Araceli Manzanarez Jiménez, con el proyecto “Desarrollo de nuevos bioinsecticidas a base de hongos entomopatógenos para el control de plagas en tomate y chile en Sinaloa”, y a CIIDIR IPN unidad Sinaloa.
Los autores declaramos, no tener conflictos de intereses con la presente publicación.
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