Estandarización de una prueba isotérmica como una nueva herramienta diagnóstica en México para la detección molecular de Chlamydia abortus en pequeños rumiantes
DOI:
https://doi.org/10.18633/biotecnia.v26.2109Palabras clave:
Chlamydia abortus, ompA gene, LAMP, Aborto Enzótico OvinoResumen
El Aborto Enzoótico Ovino (AEO) es causado por Chlamydia abortus y ha sido reconocido recientemente como endémico en México. Debido al impacto del AEO en la producción intensiva de corderos, es necesario establecer un plan de control sanitario basado en un diagnóstico eficiente. La técnica de amplificación isotérmica mediada por bucle (LAMP) es una prueba molecular que puede identificar específicamente a C. abortus. El objetivo de este estudio fue estandarizar la técnica de LAMP para la detección específica de C. abortus a partir de exudado vaginal ovino. Los cebadores fueron identificados y modificados a partir de una base de datos electrónica. Las condiciones efectivas de la técnica se determinaron con ADN sintético y de muestras biológicas positivas por PCR como referencia. El límite de detección de la prueba fue de 1 × 10-5 de material genético, equivalente a 8.5 copias. Se propone el test de LAMP estandarizado como una nueva herramienta molecular para el diagnóstico rápido y específico de la infección por C. abortus a partir de muestras de exudado vaginal ovino en México.
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Appelt, S., Aly, S. S., Tonooka, K., Glenn, K., Xue, Z., Lehenbauer, T. W., and Marco, M. L. 2019. Development and comparison of loop-mediated isothermal amplification and quantitative polymerase chain reaction assays for the detection of Mycoplasma bovis in milk. Journal of Dairy Science, 102(3), 1985–1996. https://doi.org/10.3168/jds.2018-15306
Aragón-López, C., Luna-Nevárez, P., Ortiz-Encinas, V., Leyva-Corona, J., Cantú-Soto, E., y Reyna-Granados, J. 2021. Detección molecular de Ehrlichia canis, Anaplasma platys y Rickettsia rickettsii en caninos domésticos del municipio de Cajeme, Sonora, México. Abanico Veterinario, 11. http://dx.doi.org/10.21929/abavet2021.45
Ashraf, A., Imran, M., Yaqub, T., Tayyab, M., Shehzad, W., Mingala, C. N., and Chang, Y. F. 2018. Development and validation of a loop-mediated isothermal amplification assay for the detection of My-coplasma bovis in mastitic milk. Folia Microbiologica, 63(3), 373–380. https://doi.org/10.1007/s12223-017-0576-x
Benavides-Ortíz, E. 2009. Principales enfermedades que afectan la producción ovina en el trópico. Spei Domus, 5(11), 32–36. Recovered from de https://revistas.ucc.edu.co/index.php/sp/article/view/594
Bush, R. M., and Everett, K. D. E. 2001. Molecular evolution of the Chlamydiaceae. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 51(1), 203–220. https://doi.org/10.1099/00207713-51-1-203
Cardenas, Y. 2018. Determinación de la contaminación microbiológica del agua de riego aplicando nuevas estrategias de análisis (Doctoral dissertation, Tesis de doctorado, Universidad de Barcelona. España. http://hdl.handle.net/10803/586307
Conlan, J. W., Clarke, I. N., and Ward, M. E. 1988. Epitope mapping with solid-phase peptides: iden-tification of type-, subspecies-, species- and genus-reactive antibody binding domains on the major outer membrane protein of Chlamydia trachomatis. Molecular Microbiology, 2(5), 673–679. https://doi.org/10.1111/J.1365-2958.1988.TB00076.X
Corless, C. E., Guiver, M., Borrow, R., Edwards-Jones, V., Kaczmarski, E. B., and Fox, A. J. 2000. Contamination and sensitivity issues with a real-time universal 16s rRNA PCR. Journal of Clinical Microbiology, 38(5), 1747–1752. https://doi.org/10.1128/jcm.38.5.1747-1752.2000
Diario Oficial de la Federación 2016. Acuerdo mediante el cual se dan a conocer en los Estados Unidos Mexicanos las enfermedades y plagas exóticas y endémicas de notificación obligatoria de los animales terrestres y acuáticos. SEGOB. México. Recovered from: http://www.dof.gob.mx/nota_to_doc.php?codnota=5436016
Escalante-Ochoa, C., Rivera-Flores, A., Trigo-Tavera, F., and Romero-Martínez, J. 1996. Detection of Chlamydia psittaci in enteric subclinical infections in adult sheep, through cell culture isolation. Revista Latinoamericana de Microbiologia, 38(1), 17–23. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/8783901/
Everett, K. D. E., Bush, R. M., and Andersen, A. A. 1999. Emended description of the order Chla-mydiales, proposal of ParaChlamydiaceae fam. nov. and Simkaniaceae fam. nov., each containing one monotypic genus, revised taxonomy of the family Chlamydiaceae, including a new genus and five new species, and standards. International Journal of Systematic Bacteriology, 49(2), 415–440. https://doi.org/10.1099/00207713-49-2-415
Fakruddin, M. D. 2011. Loop mediated isothermal amplification (LAMP)–an alternative to polymerase chain reaction (PCR). Bangladesh Research Publications Journal, 5(4). http://www.bdresearchpublications.com/admin/journal/upload/09235/09235.pdf
Halse, T. A., Musser, K. A., and Limberger, R. J. 2006. A multiplexed real-time PCR assay for rapid detection of Chlamydia trachomatis and identification of serovar L-2, the major cause of Lymphogran-uloma venereum in New York. Molecular and Cellular Probes, 20(5), 290–297. https://doi.org/10.1016/j.mcp.2006.02.003
Hardinge, P., and Murray, J. A. H. 2019. Reduced False Positives and Improved Reporting of Loop-Mediated Isothermal Amplification using Quenched Fluorescent Primers. Scientific Reports, 9(1), 1–13. https://doi.org/10.1038/s41598-019-43817-z
Hernández-Marin, J. A., Valencia-Posadas, M., Ruíz-Nieto, J. E., Mireles-Arriaga, A. I., Cortez-Romero, C., and Gallegos-Sánchez, J. 2017. Contribution of Sheep Breeding To the Livestock Sector in Mexico. Agroproductividad, 10(3), 87–93. https://revista-agroproductividad.org/index.php/agroproductividad/article/view/975?source=/index.php/agroproductivid-ad/article/view/975#:~:text=https%3A//revista-agroproductividad.org/index.php/agroproductividad/article/view/975
Ihira, M., Yoshikawa, T., Enomoto, Y., Akimoto, S., Ohashi, M., Suga, S., Nishimura, N., Ozaki, T., Nishiyama, Y., Notomi, T., Ohta, Y., and Asano, Y. 2004. Rapid Diagnosis of Human Herpesvirus 6 Infection by a Novel DNA Amplification Method, Loop-Mediated Isothermal Amplification. Journal of Clinical Microbiology, 42(1), 140–145. https://doi.org/10.1128/JCM.42.1.140-145.2004
Laroucau, K., Souriau, A., and Rodolakis, A. 2001. Improved sensitivity of PCR for Chlamydophila using pmp genes. Veterinary Microbiology, 82(2), 155–164. https://doi.org/10.1016/S0378-1135(01)00381-9
Laroucau, K., Trichereau, A., Vorimore, F., and Mahé, A. M. 2007. A pmp genes-based PCR as a valuable tool for the diagnosis of avian chlamydiosis. Veterinary Microbiology, 121(1–2), 150–157. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2006.11.013
Li, J., Guo, W., Kaltenboeck, B., Sachse, K., Yang, Y., Lu, G., Zhang, J., Luan, L., You, J., Huang, K., Qiu, H., Wang, Y., Li, M., Yang, Z., and Wang, C. 2016. Chlamydia pecorum is the endemic intestinal species in cattle while C. gallinacea, C. psittaci and C. pneumoniae associate with sporadic systemic infection. Veterinary Microbiology, 193, 93–99. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2016.08.008
Lin, G.-Z., Zheng, F.-Y., Zhou, J.-Z., Wang, G.-H., Cao, X.-A., Gong, X.-W., and Qiu, C.-Q. 2011. Loop-Mediated Isothermal Amplification Assay Targeting the MOMP Gene for Rapid Detection of Chlamydia psittaci abortus Strain. Pakistan Veterinary Journal, 32(2), 273–276: https://www.researchgate.net/publication/267803405
NG-Nguyen, D., Stevenson, M. A., Dorny, P., Gabriël, S., Vo, T. V., Nguyen, V-A. T., Phan, T. V., Hii, S. F., and Traub, R. J. 2017. Comparison of a new multiplex real-time PCR withthe Kato Katzthick smear and copro-antigen ELISA for the detection and differentiation of Taenia spp. in human stools. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11(7):e0005743. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0005743
Notomi, T., Okayama, H., Masubuchi, H., Yonekawa, T., Watanabe, K., Amino, N., and Hase, T. 2000. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Research, 28(12), e63. https://watermark.silverchair.com/2800e63.pdf?token=AQECAHi208BE49Ooan9kkhW_Ercy7Dm3ZL_9Cf3qfKAc485ysgAAAmYwggJiBgkqhkiG9w0BBwagggJTMIICTwIBADCCAkgGCSqGSIb3DQEHA-TAeBglghkgBZQMEAS4wEQQMy3AQPdcwVpshAVuIAgEQgIICGSfU5ehJRqbIy2A_4pd12_oNbrQem7FM_kTE9ZYQL40XC4l
Palomares-Reséndiz, E. G., Mejía-Sánchez, P., Aguilar-Romero, F., De la Cruz-Colín, L., Jiménez-Severiano, H., Leyva-Corona, J. C., Morales-Pablos, M. I., y Díaz-Aparicio, E. 2020. Frecuencia y factores de riesgo asociados a la presencia de Chlamydia abortus, en rebaños ovinos en México. Revista Mexicana de Ciencias Pecuarias, 11(3), 783–794. https://doi.org/10.22319/rmcp.v11i3.5269
Read T. D., G. S. A. Myers, R. C. Brunham, W. C. Nelson, I. T. Paulsen, J. Heidelberg, E. Holtzapple, H. Khouri, N. B. Federova, H. A. Carty, L. A. Umayam, D. H. Haft, J. Peterson, M. J. Beanan, O. White, S. L. Salzberg, R. ‐c. Hsia, G. McClarty, R. G. Rank, and P. M. Bavoil, C. M. Fraser. 2003. Genome se-quence of Chlamydophila caviae (Chlamydia psittaci GPIC): Examining the role of niche-specific genes in the evolution of the Chlamydiaceae. Nucleic Acids Research, 31(8), 2134–2147. https://doi.org/10.1093/nar/gkg321
Reisberg, K., Selim, A. M., and Gaede, W. 2013. Simultaneous detection of Chlamydia spp., Coxiella burnetii, and Neospora caninum in abortion material of ruminants by multiplex real-time polymerase chain reaction. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 25(5), 614-619. https://doi.org/10.1177/1040638713497483
Salti-Montesanto V, Tsoli E, Papavassiliou P, Psarrou E, Markey BK, Jones GE, and Vretou E. 1997. Diagnosis of ovine enzootic abortion, using a competitive ELISA based on monoclonal antibodies against variable segments 1 and 2 of the major outer membrane protein of Chlamydia psittaci serotype 1. American Journal of Veterinary Research, 58(3):228-35. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/9055966/
Saharan, P., Dhingolia, S., Khatri, P., Singh Duhan, J., and Kumar Gahlawat, S. 2014. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) based detection of bacteria: A Review. African Journal of Biotech-nology, 13(19), 1920–1928. https://doi.org/10.5897/ajb2013.13459
Selim, A. 2016. Chlamydophila abortus infection in small ruminants: A review. Asian Journal of Animal and Veterinary Advances, 11(10), 587–593. https://doi.org/10.3923/ajava.2016.587.593
Yeh, H. Y., Shoemaker, C. A., and Klesius, P. H. 2005. Evaluation of a loop-mediated isothermal am-plification method for rapid detection of channel catfish Ictalurus punctatus important bacterial pathogen Edwardsiella ictaluri. Journal of Microbiological Methods, 63(1), 36–44. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2005.02.015
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